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Frangini, Miriam (2011) Basi metaboliche per la tessuto-specificitĂ  delle sindromi miopatiche da deplezione del DNA mitocondriale. [Ph.D. thesis]

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PDF Document (Tesi Dottorato)

Abstract (english)

Mitochondrial DNA (mtDNA), in contrast to nuclear DNA, undergoes a continuous turnover and replicates throughout the cell cycle. Cells need a balanced supply of deoxyribonucleoside triphosphates (dNTPs) to replicate and repair their DNA properly. Mammalian cells contain two separate pools of dNTPs, a cytosolic-nuclear pool and a mitochondrial pool, which are in communication and are synthesized through two pathways: cytosolic de novo synthesis and the salvage pathway (two parallel pathways, one cytosolic and one mitochondrial). In proliferating cells dTTP is predominantly provided by the S-phase specific de novo synthesis catalyzed by ribonucleotide reductase (RNR) in the form R1/R2 and secondarily by the cytosolic salvage pathway, where thymidine is phoshporylated into dTMP by the action of cytosolic thymidine kinase (TK1). Inside cells, TK1 has a 100-fold higher activity compared to mitochondrial thymidine kinase (TK2), this is why TK1 has a main role in the salvage of thymidine during S-phase. In the synthesis of dTTP anabolic reactions are counterbalanced by catabolic ones, catalyzed by thymidine phosphorylase (TP), that degrades thymidine to deoxyuridine, and by the cytosolic (cdN) and the mitochondrial (mdN) deoxynucleotidases, that convert dTMP to thymidine building up a regulatory substrate cycle with TK1 and TK2 respectively. Both TK1 and the R2 subunit of RNR are cell-cycle regulated and undergo proteolytic degradation in late mitosis. In non-cycling cells de novo synthesis is reduced to about 2% as compared to the rate of synthesis during proliferation and depends on R1/p53R2, while TK2 is the only enzyme responsible for the salvage synthesis of dTTP. As a result of these changes both cytosolic and mitochondrial pools are ten-fold lower in quiescent mammalian cells. Thus dNTPs production changes in parallel with the reduced consumption of DNA precursors, limited to mtDNA synthesis (a small percentage compared to the total DNA content of the cell).
In this context the roles of TK2 and p53R2 become more relevant in non-cycling cells and this is confirmed by the existence of mtDNA depletion syndromes (MDS) linked to mutation in either TK2 or p53R2 genes. MDS are a group of autosomal recessive disorders, clinically heterogeneous and characterized by reduced copy numbers of mtDNA. MDS show marked tissue-specificity and affect post-mitotic cells. Mutations in genes involved in dNTP metabolism or in mtDNA replication have been found to cause MDS. Genetic inactivation of TK2 or p53R2 is linked to myopathic MDS, which primarily affects skeletal muscle. The pathology is attributed to a dNTP pools imbalance in the affected tissues.
The aim of my work is to explore the metabolic mechanisms which could account for the muscle vulnerability in TK2 and p53R2 deficiencies. In the first part I studied quiescent cultures of TK2-mutated skin fibroblasts isolated from two patients affected by myopathic MDS. My purpose was to assess if cell types not affected by TK2 mutations are endowed with some mechanism of compensation that buffers the effects of the genetic deficiency. In the second part I studied differentiated culture of muscle cells in order to understand what makes muscle so vulnerable to genetic inactivation of TK2 or p53R2.
By comparing these two cellular models we aimed to find out differences that could account for the tissue-specificity observed for the mutations in these genes.
In cycling cells dTTP synthesis is not affected by TK2- or p53R2-deficiency because dTTP is primarily synthesized in the cytosol by R1/R2 and TK1. For this reason I performed my experiments in quiescent or differentiated cultures, where dTTP pool depends exclusively on TK2 activity and R1/p53R2 de novo synthesis.
Quiescence in skin fibroblasts can be obtained by shifting the medium of confluent cultures from 10% to 0.1% serum and keeping them in these conditions for at least 10 days before performing the experiments. I studied quiescent cultures of two lines of skin fibroblasts obtained from patients (Pa and Pb) that are compound heterozygotes and harbored two different pairs of TK2 mutations (T77M/R161K and R152G/ K171del). I compared them with two wild-type lines coming from biopsies obtained from healthy subjects of corresponding ages. I measured TK2 enzymatic activity in cellular extracts. Patient cells contained 5% (Pa) or 40% (Pb) residual TK2 activity. However, the marked reduction in TK2 activity did not affect the dNTP pools: both cytosolic and mitochondrial dTTP pools were unchanged and also the overall composition of dNTP pools was normal. Looking for possible mechanisms that could compensate TK2 deficiency in the mutant lines, I measured the enzymatic activities of thymidine phosphorylase, and the two deoxynucleotidases cdN and mdN and I evaluated the expression of the three RNR subunits both by real-time PCR and western blot analysis. I did not find any sign of metabolic adaptation in the mutated cells, such as a down-regulation of catabolic pathways or an up-regulation of de novo R1/p53R2 synthesis. When I compared the dynamics of the dTTP pool in mutated and control fibroblasts by incubating the cells with radioactive thymidine, in striking contrast to the low TK2 activity measured in cell extracts, the mutated cells phoshporylated thymidine as efficiently as the wild-type cells. By pulse-chase experiment I compared dTTP turnover in control and patient cells and I found that the control cells in vivo synthesized dTTP with the same efficiency as the mutant cells, i.e. at a rate 10-fold lower than that observed in TK2 enzymatic assays. The expression of TK2 increases when wild-type cultured fibroblasts become quiescent (Rampazzo et al., 2007), but the enzyme does not work at its full potential. These data show that a small fraction of such potential TK2 activity is sufficient to maintain the dTTP pools of wild-type fibroblasts. In the mutants, however, the in situ (in cultured cells) and in vitro (in protein extracts) rates of TK2 activity coincide, and by fully exploiting their TK2 complement, the cells preserve their dTTP pools, which might explain the lack of mtDNA depletion in these cells (Frangini et al., 2009).
C2C12 mouse myoblasts can be induced to differentiate by shifting them to a 2% horse serum medium (differentiation medium): myoblasts become post-mitotic myocytes and fuse into multinucleated cells called myotubes, which exhibit spontaneous contraction. Differentiated cultures of C2C12 cells contain a significant fraction of mononucleated cells whose dNTP pool sizes and enzymatic setup differ from those of multinucleated myotubes. I set up a protocol for the separation of myotubes and myoblasts from differentiated cultures. The purity of the fractions was evaluated by measuring TK1 activity (expected to be present in mononucleated cells only) and the expression of muscle-specific proteins, myogenin and myosin (characteristic of myotubes). The latter parameter was also an index of the degree of differentiation within experiments. Thanks to this procedure I obtained a fraction of differentiated myotubes with a minimal contamination by mononucleated unfused cells.
I first characterized the dNTP metabolism in these cells by measuring the expression of the key anabolic and catabolic enzymes, the activity of the enzymes of dTTP salvage synthesis and the composition of the four total dNTP pools. I focused on all the changes that take place at the onset of a post-mitotic status. A clear difference between muscle cells and fibroblasts was an exceedingly low activity of TK2 in the former that did not increase at differentiation (in fibroblasts at the onset of quiescence there is a 3-fold induction).
This cellular model was compared to mouse skeletal muscle by microarray analysis. The results show a strict similarity between the expression profiles of the enzymes of dNTP metabolism. So, we decided to use this cellular system to reproduce in vitro the myopathic phenotype of MDS linked to TK2 or p53R2 deficiencies. I set up a protocol for transfection with Stealth siRNA (Invitrogen) that combines transfection and differentiation and obtained 80-90% and 60-70% silencing for p53R2 and TK2, respectively.
As a result of mitochondrial biogenesis during myogenesis, differentiating C2C12 cells usually show a 7-8 fold mtDNA expansion with differentiation. The evaluation of the mtDNA content by quantitative realtime PCR revealed 50% mtDNA depletion in TK2-silenced myotubes at only 4 days of differentiation, while in p53R2 silenced cells the first sign of mtDNA depletion appeared at the 8th day of differentiation. Also TK2-/- (Zhou et al., 2008; Akman et al., 2008) and p53R2-/- (Kimura et al., 2003) mice differ for the time of onset of the pathological phenotype, the former show the first symptoms 7 days after birth, while the latter only after 8 weeks.
Even if these are preliminary experiments, we can say that we obtained a cellular model for myopathic MDS that showed mtDNA depletion in vitro. We did not find indications for a mechanism of transcriptional compensation for TK2 and p53R2 deficiencies in the expression of key enzymes of dNTP metabolism. The preliminary pool determination in the silenced myotubes do not allow to draw conclusions on the molecular basis of the observed phenotype. The experiments must be repeated. In particular the transfection procedure decreases the efficiency of myotube purification, affecting the reproducibility between experiments. We need to improve the procedure of sample preparation for the extraction of nucleotide pools from the transfected muscle cells, in order to reduce the variability in dNTP content. More investigation are also needed to clarify the molecular phenotype of silenced myotubes.

Abstract (italian)

Il DNA mitocondriale (mtDNA), a differenza di quello nucleare, è sottoposto ad un continuo turnover e si replica lungo tutto il ciclo cellulare. Affinché la sintesi e la riparazione del DNA avvengano correttamente è necessario che vi sia un apporto bilanciato di deossiribonucleosidi trifosfato (dNTP). Le cellule di mammifero contengono due pool di dNTP separati, uno citosolico e uno mitocondriale, che si trovano in comunicazione tra loro e il cui mantenimento avviene attraverso due vie di sintesi: la via de novo e la via di recupero citosolica e mitocondriale. Nelle cellule proliferanti il dTTP è sintetizzato principalmente nel citosol attraverso la via de novo il cui enzima chiave è la ribonucleotide reduttasi (RNR), in fase S costituita dalle subunità R1/R2, e in misura minore dalla via di recupero di deossiribonucleosidi, dove la timidina viene fosforilata a dTMP dalla timidina chinasi citosolica (TK1). All’interno delle cellule la TK1 ha un’attività cento volte superiore a quella della timidina chinasi mitocondriale (TK2) e perciò il suo ruolo è predominante nella sintesi di recupero della timidina in fase S. Le vie anaboliche sono bilanciate dalle vie cataboliche catalizzate dalla timidina fosforilasi (TP), che degrada la timidina a deossiuridina, e dalle deossinucleotidasi citosolica (cdN) e mitocondriale (mdN), che convertono il dTMP in timidina costituendo un substrate cycle regolativo rispettivamente con la TK1 e la TK2. Sia la subunità R2 della RNR che la TK1 sono regolate con il ciclo cellulare e subiscono una degradazione proteolitica in tarda mitosi. Nelle cellule non ciclanti la sintesi de novo si riduce ad un 2% di quella presente in condizioni di proliferazione e dipende da R1/p53R2, mentre la timidina chinasi mitocondriale, TK2, è l’unico enzima responsabile della fosforilazione della timidina nella sintesi di recupero del dTTP. Il risultato di questa riorganizzazione comporta un ridimensionamento dei pool nucleotidici citoplasmatici e mitocondriali, che si riducono entrambi di circa 10 volte nelle cellule di mammifero quiescenti. In questo modo le cellule ricalibrano la produzione dei dNTP in funzione del ridotto consumo di precursori, limitato alla replicazione del mtDNA (una piccola percentuale rispetto al DNA totale).
In questo contesto i ruoli della TK2 e di p53R2 assumono notevole rilevanza e ciò è dimostrato dal fatto che mutazioni in questi enzimi causano patologie caratterizzate da deplezione del mtDNA (sindromi da deplezione del mtDNA o MDS). Esse rappresentano una classe di malattie mitocondriali ereditarie, a trasmissione autosomica recessiva, clinicamente eterogenea e caratterizzata da una riduzione quantitativa del numero di copie di mtDNA e sono causate da mutazioni in geni nucleari codificanti proteine coinvolte nel metabolismo dei dNTP o nella replicazione del mtDNA. Le MDS sono caratterizzate da un’elevata tessuto-specificità e interessano tessuti differenziati, dove le cellule non sono in attiva proliferazione. L’inattivazione genica della TK2 o di p53R2 è correlata all’insorgenza di una forma miopatica di MDS, in cui il muscolo è il principale tessuto colpito. La patologia è stata aattribuita ad uno sbilanciamento dei pool dei dNTP nei tessuti affetti.
Lo scopo del mio lavoro di dottorato è quello di individuare le basi molecolari che determinano la tessuto-specificità nelle MDS miopatiche dovute a mutazioni della TK2 o di p53R2. Nella prima parte mi sono dedicata allo studio di colture quiescenti di fibroblasti di pelle provenienti da pazienti con deficienza della TK2. Il mio obiettivo era quello di capire se nei tipi cellulari non colpiti dalla miopatia, come i fibroblasti, ci fossero dei meccanismi di compensazione in grado di tamponare gli effetti di una ridotta attività della timidina chinasi mitocondriale. Nella seconda parte mi sono dedicata allo studio di un modello di cellule muscolari differenziate in coltura, per cercare di individuare che cosa rende il tessuto muscolare così vulnerabile all’inattivazione di TK2 e p53R2. Nel confronto di questi due modelli cellulari abbiamo mirato all’individuazione di elementi divergenti che potessero costituire punti di fragilità del muscolo rispetto a una deficienza genetica delle due proteine.
In cellule proliferanti la deficienza della TK2 o di p53R2 è ininfluente per il mantenimento del pool mitocondriale del dTTP, prodotto principalmente nel citosol attraverso l’attività di R1/R2 e della TK1. Di conseguenza ho eseguito tutti gli esperimenti in colture quiescenti o differenziate, in cui il mantenimento del pool del dTTP è garantito dall’attività della TK2 e della via de novo catalizzata da R1/p53R2.
In questo contesto i ruoli della TK2 e di p53R2 assumono notevole rilevanza e ciò è dimostrato dal fatto che mutazioni in questi enzimi causano patologie caratterizzate da deplezione del mtDNA (sindromi da deplezione del mtDNA o MDS). Esse rappresentano una classe di malattie mitocondriali ereditarie, a trasmissione autosomica recessiva, clinicamente eterogenea e caratterizzata da una riduzione quantitativa del numero di copie di mtDNA e sono causate da mutazioni in geni nucleari codificanti proteine coinvolte nel metabolismo dei dNTP o nella replicazione del mtDNA. Le MDS sono caratterizzate da un’elevata tessuto-specificità e interessano tessuti differenziati, dove le cellule non sono in attiva proliferazione. L’inattivazione genica della TK2 o di p53R2 è correlata all’insorgenza di una forma miopatica di MDS, in cui il muscolo è il principale tessuto colpito. La patologia è stata aattribuita ad uno sbilanciamento dei pool dei dNTP nei tessuti affetti.
Lo scopo del mio lavoro di dottorato è quello di individuare le basi molecolari che determinano la tessuto-specificità nelle MDS miopatiche dovute a mutazioni della TK2 o di p53R2. Nella prima parte mi sono dedicata allo studio di colture quiescenti di fibroblasti di pelle provenienti da pazienti con deficienza della TK2. Il mio obiettivo era quello di capire se nei tipi cellulari non colpiti dalla miopatia, come i fibroblasti, ci fossero dei meccanismi di compensazione in grado di tamponare gli effetti di una ridotta attività della timidina chinasi mitocondriale. Nella seconda parte mi sono dedicata allo studio di un modello di cellule muscolari differenziate in coltura, per cercare di individuare che cosa rende il tessuto muscolare così vulnerabile all’inattivazione di TK2 e p53R2. Nel confronto di questi due modelli cellulari abbiamo mirato all’individuazione di elementi divergenti che potessero costituire punti di fragilità del muscolo rispetto a una deficienza genetica delle due proteine.
In cellule proliferanti la deficienza della TK2 o di p53R2 è ininfluente per il mantenimento del pool mitocondriale del dTTP, prodotto principalmente nel citosol attraverso l’attività di R1/R2 e della TK1. Di conseguenza ho eseguito tutti gli esperimenti in colture quiescenti o differenziate, in cui il mantenimento del pool del dTTP è garantito dall’attività della TK2 e della via de novo catalizzata da R1/p53R2.
Nei fibroblasti la quiescenza è stata indotta in colture confluenti riducendo la percentuale di siero nel mezzo di coltura dal 10% allo 0.1% e mantenendo le cellule in condizioni quiescenti per 10 giorni, prima di eseguire gli esperimenti. Ho studiato colture quiescenti di due linee di fibroblasti di pelle provenienti da pazienti (Pa e Pb), genotipicamente distinti, portatori di mutazioni in eterozigosi nel gene della TK2 (T77M/R161K e R152G/ K171del). Le due linee di pazienti sono state confrontate con due linee di fibroblasti di controllo (Ca e Cb) provenienti da biopsie di soggetti sani di età corrispondente. Ho misurato l’attività enzimatica della TK2 negli estratti cellulari. Le cellule dei pazienti mostrano una notevole riduzione di attività TK2, gli estratti Pa hanno un’attività TK2 più bassa (circa il 5% dei controlli) rispetto agli estratti Pb (circa il 40% dei controlli). Tuttavia a questa riduzione di attività enzimatica della TK2 non corrisponde uno sbilanciamento dei pool dei dNTP: le dimensioni dei pool citosolici e mitocondriali del dTTP sono paragonabili a quelle dei controlli e anche la composizione dei pool dei quattro dNTP non subisce modificazioni. Ricercando possibili meccanismi che potessero compensare la deficienza della TK2 nelle linee mutanti, ho misurato le attività enzimatiche della timidina fosforilasi e delle deossinucleotidasi e l’espressione delle tre subunità della RNR, valutata a livello di mRNA mediante real-time PCR e a livello proteico mediante western blot. Nelle linee mutate non ho ritrovato meccanismi di adattamento metabolico quali una riduzione delle vie cataboliche o una maggior dipendenza dalla via de novo di R1/p53R2. Confrontando le dinamiche del pool del dTTP nei mutanti e nei controlli, in esperimenti di marcatura con timidina triziata, ho osservato che nonostante la ridotta attività TK2 i mutanti fosforilano il precursore con la stessa efficienza dei controlli. Dall’analisi del turnover del dTTP, attraverso esperimenti di pulse-chase, risulta che le cellule di controllo sintetizzano il dTTP in situ con la stessa efficienza delle cellule mutate, ad un tasso 10 volte inferiore a quello misurato nei saggi enzimatici eseguiti negli estratti proteici. L’espressione della TK2 aumenta in fibroblasti di pelle wild-type quiescenti (Rampazzo et al., 2007), ma l’enzima sembra lavorare a livelli inferiori alle sue potenzialità. Dai risultati ottenuti in questo mio lavoro, una piccola percentuale dell’attività potenziale della TK2 sembra venga effettivamente utilizzata per mantenere il pool del dTTP nei fibroblasti wild-type. Nelle cellule mutanti, invece, i tassi di fosforilazione in vitro (in estratti proteici) e in situ (in colture cellulari) non differiscono. Si potrebbe pensare che queste cellule siano in grado di mantenere adeguati livelli del pool del dTTP sfruttando completamente la loro attività TK2 residua. Ciò spiegherebbe l’assenza di deplezione del mtDNA riscontrata in queste linee mutate (Frangini et al., 2009).
Nella linea di mioblasti murini C2C12 si può indurre il differenziamento sostituendo il terreno di coltura con un mezzo al 2% di siero di cavallo (terreno di differenziamento) : i mioblasti diventano miociti post-mitotici e si fondono in sincizi multinucleati detti miotubi, che esibiscono attività contrattile. Tuttavia, colture differenziate di C2C12 contengono una frazione significativa di cellule mononucleate, in cui la quantità di dNTP e l’assetto enzimatico differiscono rispetto ai miotubi differenziati. Ho quindi messo a punto un protocollo che permette di separare la frazione di miotubi da quella di mioblasti a partire da una coltura differenziata. La purezza delle frazioni è stata valutata misurando l’attività enzimatica della TK1 (marcatore di cellule proliferanti) e l’espressione di proteine muscolo-specifiche, la miogenina e la miosina, da cui si può stimare il grado di differenziamento. Grazie a questo protocollo di purificazione sono riuscita ad ottenere una frazione di miotubi differenziati in cui la presenza di cellule mononucleate non fuse è minimizzata. Ho quindi svolto una caratterizzazione dei miotubi misurando l’espressione degli enzimi coinvolti nelle vie biosintetiche dei deossinucleotidi, l’attività enzimatica degli enzimi della sintesi di recupero del dTTP e la composizione dei pool cellulari totali dei quattro dNTP. Ho preso in esame in particolare le modificazioni che si instaurano con il differenziamento dei mioblasti in miotubi, alla ricerca di eventuali differenze rispetto a quanto già osservato in fibroblasti di pelle al passaggio dalla proliferazione alla quiescenza. La differenza che spicca maggiormente da questo confronto è la presenza di un’attività molto bassa della TK2, che non aumenta con il differenziamento (nei fibroblasti che entrano in quiescenza aumenta invece di circa 3 volte).
Dal confronto del modello mioblasti/miotubi con il muscolo scheletrico, effettuato in collaborazione con un altro laboratorio mediante analisi di microarray, è emersa una stretta similarità tra i profili di espressione dei geni del metabolismo dei dNTP nei miotubi e nel muscolo. Abbiamo quindi deciso usare questo modello cellulare per simulare in vitro le MDS miopatiche correlate a mutazioni di p53R2 e della TK2. Ho messo a punto un protocollo di trasfezione con siRNA Stealth (Invitrogen) che combinasse trasfezione e differenziamento ottenendo un silenziamento dell’80-90% per p53R2 e del 60-70% per la TK2. Nelle C2C12 in coltura il differenziamento determina un’espansione del numero di copie del mDNA di circa 7-8 volte rispetto ai mioblasti proliferanti, in conseguenza della stimolazione della biogenesi mitocondriale che accompagna la miogenesi. La quantificazione del mtDNA mediante real-time PCR quantitativa nei miotubi silenziati per la TK2 mostra una deplezione di circa il 50% a soli 4 giorni di differenziamento; quando è p53R2 ad essere silenziata, gli effetti sul mtDNA iniziano a manifestarsi all’ottavo giorno di differenziamento. Una differenza temporale nella manifestazione fenotipica è stata osservata anche tra i topi TK2-/- (Zhou et al., 2008; Akman et al., 2008) e p53R2-/- (Kimura et al., 2003), i primi iniziano a mostrare sintomi a 7 giorni dalla nascita, mentre i secondi a 8 settimane.
Da questi esperimenti preliminari di silenziamento possiamo affermare di aver ottenuto un modello cellulare per le MDS miopatiche in cui si osserva deplezione del mtDNA. Non emergono indicazioni a favore di un meccanismo di compensazione trascrizionale per la deficienza di p53R2 e TK2 nell’espressione dei geni del metabolismo dei dNTP. Le prime determinazioni dei pool dei dNTP nelle colture silenziate non ci hanno permesso finora di chiarire le basi molecolari del fenotipo osservato. Gli esperimenti andranno sicuramente ripetuti. In particolare il procedimento della trasfezione determina una riduzione dell’efficienza di purificazione dei miotubi trasfettati, minando la riproducibilità dei risultati tra esperimenti diversi. Sarà necessario introdurre dei miglioramenti nella preparazione dei campioni per l’estrazione dei pool nucleotidici dalle cellule trasfettate per avere una determinazione più affidabile del loro contenuto di dNTP. Prevediamo che ulteriori indagini ci consentiranno di chiarire meglio il fenotipo di questi silenziamenti e di mettere in luce le relazioni tra la deplezione o la mancata espansione del mtDNA durante il differenziamento e la carenza di precursori.

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EPrint type:Ph.D. thesis
Tutor:Bianchi, Vera
Ph.D. course:Ciclo 23 > Scuole per il 23simo ciclo > BIOSCIENZE > BIOLOGIA CELLULARE
Data di deposito della tesi:UNSPECIFIED
Anno di Pubblicazione:31 January 2011
Key Words:MDS, TK2, p53R2, mtDNA, fibrobasti di pelle, C2C12, mioblasti, siRNA, skin fibroblasts, mioblasts, quiescence, quiescenza
Settori scientifico-disciplinari MIUR:Area 05 - Scienze biologiche > BIO/06 Anatomia comparata e citologia
Struttura di riferimento:Dipartimenti > Dipartimento di Biologia
Codice ID:3673
Depositato il:20 Jul 2011 13:05
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Akman HO, Dorado B, Lopez LC, Garcia-Carzola A, VilĂ  MR, Tanabe LM, Dauer WT, Bonilla E, Tanji K and Hirano M. Thymidine kinase 2 (H126N) knockin mice show the essential role of balanced deoxynucleotides pools for mitochondrial DNA maintenance 2. 2008 Hum. Mol. Genet. 17:2433-2440. Cerca con Google

Arnér ESJ and Eriksson S. Mammalian deoxyribonucleoside kinases. 1995 Pharmac. Ther. 67:155-186. Cerca con Google

Bartesaghi S, Betts-Henderson J, Cain K, Dinsdale D, Zhou X, Karlsson A, Salomoni P and Nicotera P. Loss of thymidine kinase 2 alters neuronal bioenergetics and leads to neurodegeneration. 2010 Hum. Mol. Genet. 19:1669-1677. Cerca con Google

Barthélémy C, Ogier de Baulny H, Diaz J, Cheval MA, Frachon P, Romero N, Goutieres F, Fardeau M and Lombés A. Late-onset mitochondrial DNA depletion:DNA copy number, multiple deletions, and compensation. 2001 Ann Neurol 49:607–617. Cerca con Google

Baruffini E, Lodi T, Dallabona C, Puglisi A, Zeviani M and Ferrero I. Genetic and chemical rescue of the Saccharomyces cerevisiae phenotype induced by mitochondrial DNA polymerase mutations associated with progressive external ophthalmoplegia in humans. 2006 Hum. Mol. Genet. 15:2846-2855. Cerca con Google

Berk AJ and Clayton DA. Mechanism of mitochondrial DNA replication in mouse L-cells: asynchronous replication of strands, segregation of circular daughter molecules, aspects of topology and turnover of an initiation sequence. 1974. J. Mol. Biol. 86:801–824. Cerca con Google

Bianchi V, Pontis E, and Reichard P. Interrelations between substrate cycles and de novo synthesis of pyrimidine deoxyribonucleoside triphosphates in 3T6 cells.1986 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 83:986-990. Cerca con Google

Bianchi V, Pontis E and Reichard P. Regulation of pyrimidine deoxyribonucleotide metabolism by substrate cycles in dCMP-deaminase deficient V79 hamster cells. 1987 Mol. Cell. Biol. 7: 4218–4224. Cerca con Google

Bianchi V and Spychala J. Mammalian 5'-nucleotidases. 2003 J Biol Chem. 278:46195-46198. Cerca con Google

Biswas G, Adebanjo OA, Freedman BD, Anandatheerthavarada HKA, Vijayasarathy C, Zaidi M, Kotlikoff M and Avadhani NG. Retrograde Ca2+ signaling in C2C12 skeletal myocytes in response to mitochondrial genetic and metabolic stress: a novel mode of inter-organelle crosstalk. 1999 EMBO J. 18:522–533. Cerca con Google

Bogenhagen DF and Clayton DA. Thymidylate nucleotide supply for mitochondrial DNA synthesis in mouse L-cells. Effect of 5’-fluorodeoxyuridine and methotrexate in thymidine kinase plus and thymidine kinase minus cells. 1976 J. Biol. Chem. 251: 2938-2944. Cerca con Google

Bogenhagen DF and Clayton DA. The mitochondrial DNA replication bubble has not burst. 2003. Trends Biochem. Sci. 28:357–360 Cerca con Google

Bourdon A, Minai L, Serre V, Jais JP, Sarzi E, Aubert S, Chrétien D, de Lonlay P, Paquis-Flucklinger V, Arakawa H, Nakamura Y, Munnich A and Rötig A. Mutation of RRM2B, encoding p53-controlled ribonucleotide reductase (p53R2), causes severe mitochondrial DNA depletion. 2007 Nat. Genet. 39:776-780. Cerca con Google

Bornstein B, Area E, Flanigan KM, Ganesh J, Jayakar P, Swoboda KJ, Coku J, Naini A, Shanske S, Tanji K, Hirano M and DiMauro S. Mitochondrial DNA depletion syndrome due to mutations in the RRM2B gene. 2008 Neuromuscul. Disord. 18:453-459. Cerca con Google

Bowmaker M, Yang MY, Yasukawa T, Reyes A, Jacobs HT, Huberman JA and Holt IJ. Mammalian mitochondrial DNA replicates bidirectionally from an initiation zone. 2003. J. Biol. Chem. 278:50961-50969. Cerca con Google

Bradford MM. A rapid and sensitive method for the quantification of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. 1976 Anal. Biochem. 72:248-54. Cerca con Google

Braun T, Rudnicki MA, Arnold HH and Jaenisch R. Targeted inactivation of the muscle regulatory gene Myf-5 results in abnormal rib development and perinatal death. 1992 Cell 71:369-382 Cerca con Google

Brown TA, Cecconi C, Tkachuk AN, Bustamante C and Clayton DA. Replication of mitochondrial DNA occurs by strand displacement with alternative light-strand origins, not via a strand-coupled mechanism. 2005 Genes Dev. 19:2466-2476. Cerca con Google

Brown TA, Tkachuk AN and Clayton DA. Native R-loops persist throughout the mouse mitochondrial DNA genome. 2008 J. Biol. Chem. 283:36743-36751. Cerca con Google

Burattini S, Ferri P, Battistelli M, Curci R, Luchetti F and Falcieri E. C2C12 murine myoblasts as a model of skeletal muscle development: morpho-functional characterization. 2004 Europ. J. of Histochem. 48:223-234. Cerca con Google

Carozzi AJ, Ikonen E, Lindsay MR and Parton RG. Role of cholesterol in developing T-tubules: analogous mechanisms for T-Tubule and caveolae biogenesis. 2000 Traffic. 1:326-341. Cerca con Google

Chabes A and Thelander L. Controlled protein degradation regulates ribonucleotide reductase activity in proliferating mammalian cells during the normal cell cycle and in response to DNA damage and replication blocks. 2000 J. Biol. Chem. 275:17747-17753. Cerca con Google

Chabes A, Pfleger CM, Kirschner MW and Thelander L. Mouse ribonucleotide reductase, R2 protein: a new target for anaphase-promoting complex Cdh1-mediated proteolysis. 2003 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:3925-3929. Cerca con Google

Chabes AL, Björklund S, Thelander L. S Phase-specific transcription of the mouse ribonucleotide reductase R2 gene requires both a proximal repressive E2F-binding site and an upstream promoter activating region. 2004 J. Biol. Chem. 279:10796-10807. Cerca con Google

Charge SB and Rudnicki MA. Cellular and molecular regulation of muscle regeneration. 2004 Physiol. Rev. 84:209–238. Cerca con Google

Clayton DA. Replication and transcription of vertebrate mitochondrial DNA.1991. Annu. Rev. Cell Biol. 7:453–478. Cerca con Google

Darè E, Zhang LH, Jenssen D and Bianchi V. Molecular analysis of mutations in the hprt gene of V79 hamster fibroblasts: effects of imbalances in the dCTP, dGTP and dTTP pools. 1995 J. Mol. Biol. 252: 514–521. Cerca con Google

Davis RL, Weintraub H and Lassar AB. Expression of a single transfected cDNA converts fibroblasts to myoblasts. 1987 Cell. Dec 51:987-1000. Cerca con Google

Dorado B, Area E, Akman HO and Hirano M. Onset and organ specificity of Tk2 deficiency depends on Tk1 down-regulation and transcriptional compensation.2011 Hum. Mol. Genet. 20:155-64. Cerca con Google

Dou QP and Pardee AB. Transcriptional activation of thymidine kinase, a marker for cell cycle control. 1996 Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol. 53:197-217. Cerca con Google

Engström Y, Rozell B, Hansson HA, Stemme S and Thelander L. Localization of ribonucleotide reductase in mammalian cells. 1984 EMBO J. 3:863-867. Cerca con Google

Engström Y and Rozell B. Immunocytochemical evidence for the cytoplasmic localization and differential expression during the cell cycle of the M1 and M2 subunits of mammalian ribonucleotide reductase. 1988 EMBO J. 7:1615–1620. Cerca con Google

Eriksson S, Munch-Petersen B, Johansson K and Eklund H. Structure and function of cellular deoxyribonucleoside kinases. 2002 Cell. Mol. Life Sci. 59:1327-1346. Cerca con Google

Falkenberg M, Larsson NG and Gustafsson CM. DNA replication and transcription in mammalian mitochondria. 2007 Annu. Rev. Biochem. 76:679-699. Cerca con Google

Ferraro P, Pontarin G, Crocco L, Fabris S, Reichard P and Bianchi V. Mitochondrial deoxynucleotide pools in quiescent fibroblasts: a possible model for mitochondrial neurogastrointestinal encephalomyopathy (MNGIE). 2005 J. Biol. Chem. 280:24472–24480. Cerca con Google

Ferraro P, Nicolosi L, Bernardi P, Reichard P and Bianchi V. Mitochondrial deoxynucleotide pool sizes in mouse liver and evidence for a transport mechanism for thymidine monophosphate. 2006 Procl. Natl. Acad. Sci. USA 103:18586-18591. Cerca con Google

Ferraro P, Franzolin E, Pontarin G, Reichard P and Bianchi V. Quantitation of cellular deoxynucleoside triphosphates. 2010 Nucleic Acids Res. 38:e85. Cerca con Google

Fontes MRM, Teh T, Jans D, Brinkworth RI and Kobe B. Structural basis for the specificity of bipartite nuclear localization sequence binding by Importin-α. 2003 J. Biol. Chem. 278:27981-27987. Cerca con Google

Frangini M, Rampazzo C, Franzolin E, Lara MC, VilĂ  MR, MartĂ­ R and Bianchi V. Unchanged thymidine triphosphate pools and thymidine metabolism in two lines of thymidine kinase 2-mutated fibroblasts. 2009 FEBS J. 276:1104-1113. Cerca con Google

Franzolin E, Rampazzo C, PĂ©rez-PĂ©rez M, HernĂ ndez A, Balzarini J and Bianchi V. Bromovinyl-deoxyuridine: a selective substrate for mitochondrial thymidine kinase in cell extracts. 2006 Biochem. Biophys. Res. Commun. 344:30-36. Cerca con Google

Franzolin E. Modelli cellulari di deficienze per la timidina chinasi mitocondriale. 2009 Tesi di dottorato. Cerca con Google

Fusté JM, Wanrooij S, Jemt E, Granycome CE, Cluett TJ, Shi Y, Atanassova N, Holt IJ, Gustavsson CM and Falkenberg M. Mitochondrial RNA polymerase is needed for activation of the origin of light-strand DNA replication. 2010 Mol. Cell. 37:67-78. Cerca con Google

Gayraud-Morel B, Chretien F, Flamant P, Gomes D, Zammit PS, Tajbakhsh S. A role for the myogenic determination gene Myf5 in adult regenerative myogenesis. 2007 Dev Biol. 312:13-28 Cerca con Google

Gazziola C, Ferraro P, Moras M, Reichard P and Bianchi V. Cytosolic high K(m) 5’-nucleotidase and 5’(3’)-deoxyribonucleotidase in substrate cycles involved in nucleotide metabolism. 2001 J. Biol. Chem. 276:6185-6190. Cerca con Google

Gianakopoulos’ PJ, Mehta V, Voronova A, Cao Y, Yao Z, Coutu J, Wang X, Waddington ML, Tapscott SJ and Skerjanc IS. MyoD directly upregulates premyogenic mesoderm factors during induction of skeletal myogenesis in stem cells. 2011 J. Biol. Chem. in press. Cerca con Google

Gleyzer N, Vercauteren K and Scarpulla RC. Control of mitochondrial transcription specificity factors (TFB1M and TFB2M) by nuclear respiratory factors (NRF-1 and NRF-2) and PGC-1 family coactivators. 2005 Mol. Cell Biol. 25:1354–1366. Cerca con Google

Gotz A, Isohanni P, Pihko H, Paetau A, Herva R, Saarenpaa-Heikkila O, Valanne L, Marjavaara S and Suomalainen A. Thymidine kinase 2 defects can cause multi-tissue mtDNA depletion syndrome. 2008 Brain 131:2841–2850. Cerca con Google

Govindarajan R, Leung G, Zhou M, Tse C, Wang J and Unadkat J. Facilitated mitochondrial import of antiviral and anticancer nucleoside drugs by human equilibrative nucleoside transporter-3. 2009 Am. J. Physiol Gastrointest. Liver Physiol. 296:G9100-9122. Cerca con Google

Gross NJ, Getz GS and Rabinowitz M. Apparent turnover of mitochondrial deoxyribonucleic acid and mitochondrial phospholipids in the tissues of the rat. 1969 J. Biol. Chem. 244:1552-1562. Cerca con Google

Guittet O, Hakansson P, Voevodskaya N, Fridd S, Graslund A, Arakawa H, Nakamura Y and Thelander L. Mammalian p53R2 protein forms an active ribonucleotide reductase in vitro with R1 protein, which is expressed both in resting cells in response to DNA damage and in proliferating cells. 2001 J. Biol. Chem. 276:40647-40651. Cerca con Google

HĂĄkansson P, Hofer A, Thelander L. Regulation of mammalian ribonucleotide reduction and dNTP pools after DNA damage and in resting cells. 2006 J Biol Chem. 281:7834-7841. Cerca con Google

Hasty P, Bradley A, Morris JH, Edmondson DG, Venuti JM, Olson EN and Klein WH. Muscle deficiency and neonatal death in mice with a targeted mutation in the myogenin gene. 1993 Nature 364:501-506. Cerca con Google

Hatzis P, Al-Madhoon AS, Jullig M, Petrakis TG, Eriksson S and Talianidis L. The intracellular localization of deoxycitidine kinase. 1998 J. Biol Chem. 273:30239-30243. Cerca con Google

Herzberg NH, Zwart R, Wolterman RA, Ruiter JP, Wanders RJ, Bolhuis PA and van den Bogert C. Differentiation and proliferation of respiration-deficient human myoblasts. 1993 Biochim. Biophys. Acta 1181:63–67. Cerca con Google

Höglund L, Pontis E and Reichard P. Effects of deoxycytidine and thymidine kinase deficiency on substrate cycles between deoxyribonucleosides and their 5'-phosphates. 1988 Cancer Res. 48:3681-3687. Cerca con Google

Höglund L and Reichard P. Nucleotidase activities in soluble and membrane fractions of three different mammalian cell lines. 1990 Exp. Cell. Res. 190:204-208. Cerca con Google

Hu CM and Chang ZF. Mitotic control of dTTP pool: a necessity or a coincidence? 2007 J. Biomed. Sci. 14(4):491-497. Cerca con Google

Hubeek I, Giovannetti E, Broekhuizen A, Pastor-Anglada M, Kaspers G and Peters G. Immunocytochemical detection of hENT1 hCNT1 in normal tissues, lung cancer cell lines, and NSCLC patient samples. 2008 Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids. 27:787-793. Cerca con Google

Ingemarson R and Thelander L. A kinetic study on the influence of nucleoside triphosphate effectors on subunit interaction in mouse ribonucleotide reductase. 1996 Biochemistry 35:8603–8609. Cerca con Google

Johansson E, Hjortsberg K, Thelander L. Two YY-1-binding proximal elements regulate the promoter strength of the TATA-less mouse ribonucleotide reductase R1 gene.1998 J. Biol. Chem. 273:29816-29821. Cerca con Google

Johansson M and Karlsson A. Cloning of the cDNA and chromosome localization of the gene for human thymidine kinase 2. 1997 J. Biol. Chem. 272:8454-8458. Cerca con Google

Johansson K, Ramaswamy S, Ljungcrantz C, Knecht W, Piškur J, Munch-Petersen B, Eriksson S and Eklund H. Structural basis for substrate specificities of cellular deoxyribonucleoside kinases. 2001 Nat. Struct. Biol. 8:616-620. Cerca con Google

Kai Y, Takamatsu C, Tokuda K, Okamoto M, Irita K and Tkahashi S. Rapid and random turnover of mitochondrial DNA in rat hepatocytes of primary culture. 2006 Mitochondrion 6:299-304. Cerca con Google

Kassar-Duchossoy L, Gayraud-Morel B, Gomes D, Rocancourt D, Buckingham M, Shinin V and Tajbakhsh S. Mrf4 determines skeletal muscle identity in Myf5:Myod double-mutant mice. 2004 Nature 431:466-471. Cerca con Google

Kaukoken J, Juselius JK, Tiranti V, Kittälä A, Zeviani M, Comi GP, Keränen S, Peltonen L and Suomalainen A. Role of adenine nucleotide translocator 1 in mtDNA maintenance. 2000 Science 289:782-785. Cerca con Google

Ke PY and Chang ZF. Mitotic degradation of human thymidine kinase 1 is dependent on the anaphase-promoting complex/cyclosome- CDH1-mediated pathway. 2004 Mol. Cell Biol. 24:514-526. Cerca con Google

Ke PY, Kuo YY, Hu CM and Chang ZF. Control of dTTP pool size by anaphase-promoting complex/cyclosome is essential for the maintenance of genetic stability. 2005 Genes Dev.19(16):1920-1933. Cerca con Google

Kim K, Lecordier A and Bowman LH. Both nuclear and mitochondrial cytochrome c oxidase mRNA levels increase dramatically during mouse postnatal development. 1995 Biochem. J. 306:353–358. Cerca con Google

Kimura T, Takeda S, Sagiya Y, Gotoh M, Nakamura Y and Arakawa H. Impaired function of p53R2 in Rrm2b-null mice causes severe renal failure through attenuation of dNTP pools. 2003 Nat. Genet. 34:440-445. Cerca con Google

Kulawiec M, Ayyasamy V and Singh K. p53 regulates mtDNA copy number and mitocheckpoint pathway. 2009 J. Carcinogenesis 1-9. Cerca con Google

Kunz BA and Kohalmi SE. Modulation of mutagenesis by deoxyribonucleotide levels. 1991 Annu. Rev. Genet. 25:339-359. Cerca con Google

Kunz BA, Kohalmi SE, Kunkel TA, Mathews CH, McIntosh EM and Reidy J.A. Deoxyribonucleoside triphosphate levels: a critical factor in the maintenance of genetic stability. 1994 Mutat. Res. 318:1-64. Cerca con Google

Lambeth DO, Mehus JG, Ivey MA and Milavetz BI. Characterization and cloning of a nucleoside-diphosphate kinase targeted to matrix of mitochondria in pigeon. 1997 J. Biol. Chem. 272:24604:24611. Cerca con Google

Lai Y, Tse CM and Unadkat JD. Mitochondrial expression of the human equilibrative nucleoside transporter 1 (hENT1) results in enhanced mitochondrial toxycity of antiviral drugs. 2004 J. Biol. Chem. 279:4490-4497. Cerca con Google

Larsson N, Wang J, Wilhelmsson H, Oldfors A, Rustin P, Lewandoski M, Barsh G and Clayton D. Mitochondrial transcription factor A is necessary for mitochondrial DNA maintenance and embryogenesis in mice. 1998 Nat. Genet. 18:231-236. Cerca con Google

Lawson MA and Purslow PP. Differentiation of myoblasts in serum-free media: effects of modified media are cell line-specific. 2000 Cells Tissues Organs 167:130-137. Cerca con Google

Le Grand F and Rudnicki MA. Skeletal muscle satellite cells and adult myogenesis. 2007 Curr. Opin. Cell. Biol. 19:628–633. Cerca con Google

Leanza L, Ferraro P, Reichard P and Bianchi V. Metabolic interrelations within guanine deoxynucleotide pools for mitochondrial and nuclear DNA maintenance. 2008 J. Biol. Chem. 283 (24): 16437-16445. Cerca con Google

Leary SC, Battersby BJ, Hansford RG and Moyes CD. Interactions between bioenergetics and mitochondrial biogenesis. 1998 Biochim Biophys Acta 1365:522-530. Cerca con Google

Lebedeva M, Eaton J and Shadel G. Loss of p53 causes mtDNA depletion and altered mitochondrial reactive oxygen species homeostasis. 2009 Byochem. Byophys. Acta. 1787:328-334. Cerca con Google

Lee E, Lai Y, Zhang H and Unadkat J. Identification of the mitochondrial targeting signal of the human equilibrative transporter 1 (hENT1): implications for interspecies differences in mitochondrial toxicity of fialuridine. 2006 J. Biol. Chem. 281:16700-16706. Cerca con Google

Lesko N, Naess K, Wibom R, Solaroli N, Nennesmo I, von Dobeln U, Karlsson A and Larsson NG. Two novel mutations in thymidine kinase-2 cause early onset fatal encephalomyopathy and severe mtDNA depletion. 2010 Neuromuscul. Disord. 20:198–203. Cerca con Google

Li CL, Lu CY, Ke PY and Chang ZF. Perturbation of ATP-induced tetramerization of human cytosolic thymidine kinase by substitution of serine-13 with aspartic acid at the mitotic phosphorylation site. 2004 Biochem. Biophys. Res. Commun. 313:587-593. Cerca con Google

Liu C, Powell KA, Mundt K, Wu L, Carr AM and Caspari T. Cop9/signalosome subunits and Pcu4 regulate ribonucleotide reductase by both checkpoint-dependent and -independent mechanisms. 2003 Genes Dev 17:1130–1140. Cerca con Google

Luo Y, Bond JD and Ingram VM. Compromised mitochondrial function leads to increased cytosolic calcium and to activation of MAP kinases.1997 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94:9705–9710. Cerca con Google

Mancuso M, Salviati L, Sacconi S, Otaegui D, Camano P, Marina A, Bacman S, Moraes CT, Carlo JR, Garcia M, Garcia-Alvarez M, Monzon L, Naini AB, Hirano M, Bonilla E, Taratuto AL, DiMauro S and Vu TH. Mitochondrial DNA depletion: mutations in thymidine kinase gene with myopathy and SMA. 2002 Neurology 59:1197–1202. Cerca con Google

Martì R, Spinazzola A, Tadesse S, Nishino I, Nishigaki Y and Hirano M. Definitive diagnosis of mitochondrial neurogastrointestinal encephalomyopaty by biochemical assays. 2004 Clin. Chem. 50:120-124. Cerca con Google

Mathews C and Song S. Mainataining precursors pool for mitochondrial DNA replication. 2007 FASEB J. 21:2294-2303. Cerca con Google

McKee EE, Bentley AT, Hatch M, Gingerich J and Susan-Resiga D. Phosphorylation of thymidine and AZT in heart mitochondria: elucidation of a novel mechanism of AZT cardiotoxicity. 2004 Cardiovasc. Toxicol. 4:155-167. Cerca con Google

Miki A, Mizoguchi A and Mizoguti H. Histochemical studies of enzymes of the energy metabolism in postimplantation rat embryos. 1988 Histochem. 88:489–495. Cerca con Google

Milon L, Rousseau-Merk MF, Munier A, Erent M, Lascu I, Capeau J and Lancombe ML. nm23-H4, a new member of the family of human nm23/nucleoside diphosphate kinase genes localized on chromosome 16p13. 1997 Hum. Genet. 99:550-557. Cerca con Google

Milon L, Meyer P, Chiadmi M, Munier A, Johansson M, Karlsson A, Lascu I, Capeau J, Janin J and Lancombe ML. The human nm23-H4 gene product is a mitochondrial nucleoside diphsphate kinase. 2000 J. Biol. Chem. 275:14264-14272. Cerca con Google

Miner JH and Wold B. Herculin, a fourth member of the MyoD family of myogenic regulatory genes. 1990 Proc. Natl Acad. Sci. USA 87:1089-1093. Cerca con Google

Moares CT, Shanske S, Tritschler HJ, Aprille JR, Andreetta F, Bonilla E, Schon EA and DiMauro S. mtDNA depletion with variable tissue expression: a novel genetic abnormality in mitochondrial diseases. 1991 Am. J. Hum. Genet. 48:492-501. Cerca con Google

Mokranjac D and Neupert W. Protein import into mitochondria. 2005 Biochem. Soc. Trans. 33:1019–1023 Cerca con Google

Munch-Petersen B and Tyrsted G. Induction of thymidine kinases in phytohemagglutini-stimulated human lymphocytes. 1977 Biochim. Biophys. Acta. 478:363-375. Cerca con Google

Munch-Petersen B, Cloos L,Tyrsted G and Eriksson S. Diverging substrate specificity of pure human thymidine kinases 1 and 2 against antiviral dideoxynucleosides. 1991 J. Biol. Chem. 266:9032-9038. Cerca con Google

Munch-Petersen B. Reversible tetramerization of human TK1 to the high catalytic efficient form is induced by pyrophosphate, in addition to tripolyphosphates, or high enzyme concentration. 2009 FEBS J. 276:571-580. Cerca con Google

Munch-Petersen B. Enzymatic regulation of cytosolic thymidine kinase 1 and mitochondrial thymidine kinase 2: a mini review. 2010 Nucleosides, Nucleotides and Nucleic Acids. 29:363-369. Cerca con Google

Nakano K, Bálint E, Ashcroft M and Vousden KH. A ribonucleotide reductase gene is a transcriptional target of p53 and p73. 2000 Oncogene 19:4283-4289. Cerca con Google

Nevo Y, Soffer D, Kutai M, Zelnik N, Saada A, Jossiphov J, Messer G, Shaag A, Shahar E, Harel S and Elpeleg O. Clinical characteristics and muscle pathology in myopathic mitochondrial DNA depletion. 2002 J. Child Neurol. 17:499-504. Cerca con Google

Newsholme EA, Chaliss RAJ and Crabtree B. Substrate cycles: their role in improving sensitivity in metabolic pathways. 1984 Trends Biochem. Sci. 9:277-280. Cerca con Google

Nishino I, Spinazzola A and Hirano M. Thymidine phosphorylase gene mutations in MNGIE, a human mitochondrial disorder. 1999 Science 283:689-692. Cerca con Google

Nordlund P and Reichard P. Ribonucleotide reductases. 2006 Annu. Rev. Biochem. 75:681-706. Cerca con Google

Olson EN. MyoD family: a paradigm for development? 1990 Genes Dev. 4:1454-1461. Cerca con Google

Olson EN. Interplay between Proliferation and Differentiation within the Myogenic Lineage.1992 Develop. Biol. 154:261-272. Cerca con Google

Oskoui M, Davidzon G, Pascual J, Erazo R, Gurgel-Giannetti J, Krishna S, Bonilla E, De Vivo DC, Shanske S and DiMauro S. Clinical spectrum of mitochondrial DNA depletion due to mutations in the thymidine kinase 2 gene. 2006 Arch. Neurol. 63:1122–1126. Cerca con Google

Patapoutian A, Yoon JK, Miner JH, Wang S, Stark K and Wold B. Disruption of the mouse MRF4 gene identifies multiple waves of myogenesis in the myotome. 1995 Development 121:3347-3358. Cerca con Google

Pfaffl MW. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR. 2001 Nucleic Acids Res. 29:e45. Cerca con Google

Pontarin G, Gallinaro L, Ferraro P, Reichard P and Bianchi V. Origins of mitochondrial thymidine triphosphate: dynamic relations to cytosolic pools. 2003 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 100:12159-12164. Cerca con Google

Pontarin G, Ferraro P, Valentino ML, Hirano M, Reichard P and Bianchi V. Mitochondrial DNA depletion and thymidine phosphate pool dynamics in a cellular model of mitochondrial neurogastrointestinal encephalomyopathy. 2006 J. Biol. Chem. 281:22720-22728. Cerca con Google

Pontarin G, Ferraro P, HĂĄkansson P, Thelander L, Reichard P, Bianchi V. p53R2-dependent ribonucleotide reduction provides deoxyribonucleotides in quiescent human fibroblasts in the absence of induced DNA damage. 2007 J Biol Chem. 282:16820-16828. Cerca con Google

Pontarin G, Fijolek A, Pizzo P, Ferraro P, Rampazzo C, Pozzan T, Thelander L, Reichard PA, Bianchi V. Ribonucleotide reduction is a cytosolic process in mammalian cells independently of DNA damage. 2008 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 105:17801-17806. Cerca con Google

Pontarin G, Ferraro P, Rampazzo C, Kollberg G, Holme E, Reichard P and Bianchi V. Deoxyribonucleotide metabolism in cycling and resting fibroblasts with a missense mutation in p53R2, a subunit of ribonucleotide reductase. 2011 in press. Cerca con Google

Poyton RO and McEwen JE. Crosstalk between nuclear and mitochondrial genomes. 1996 Annu. Rev. Biochem. 63:563–607. Cerca con Google

Prem veer Reddy G and Pardee AB. Multienzyme complex for metabolic channeling in mammalian DNA replication. 1980 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 77:3312–3316. Cerca con Google

Rampazzo C, Gallinaro L, Milanesi E, Frigimelica E, Reichard P and Bianchi V. A deoxyribonucleotidase in mitochondria: involvement in regulation of dNTP pools and possible link to genetic disease. 2000a Proc. Natl. Acad. Sci. USA 97:8239-8244. Cerca con Google

Rampazzo C, Johansson M, Gallinaro L, Ferraro P, Hellman U, Karlsson A, Reichard P and Bianchi V. Mammalian 5'(3')-deoxyribonucleotidase, cDNA cloning, and overexpression of the enzyme in Escherichia coli and mammalian cells. 2000b J. Biol. Chem. 275:5409-5415. Cerca con Google

Rampazzo C, Kost-Alimova M, Ruzzenente B, Dumanski JP and Bianchi V. Mouse cytosolic and mitochondrial deoxyribonucleotidases: cDNA cloning of the mitochondrial enzyme, gene structures, chromosomal mapping and comparison with the human orthologs. 2002 Gene 294:109-117. Cerca con Google

Rampazzo C, Ferraro P, Pontarin G, Fabris S, Reichard P and Bianchi V. Mitochondrial deoxyribonucleotides, pool sizes, synthesis, and regulation. 2004 J. Biol. Chem. 279:17019-17026. Cerca con Google

Rampazzo C, Fabris S, Franzolin E, Crovatto K, Frangini M and Bianchi V. Mitochondrial thymidine kinase and the enzymatic network regulating thymidine triphosphate pools in cultured human cells. 2007 J. Biol. Chem. 282:34758-34769. Cerca con Google

Rampazzo C, Miazzi C, Franzolin E, Pontarin G, Ferraro P, Frangini M, Reichard P and Bianchi V. Regulation by degradation, a cellular defense against deoxyribonucleotide pool imbalances. 2010 Mutat. Res. 703:2-10. Cerca con Google

Reichard P. Interactions between deoxyribonucleotides and DNA synthesis. 1988 Ann. Rev. Biochem. 57:349-374. Cerca con Google

Remels AHV, Langen RCJ, Schrauwen P, Schaart G, Schols AMWJ and Gosker HR. Regulation of mitochondrial biogenesis during myogenesis. 2010 Mol. and Cell. Endocrinol. 315:113–120. Cerca con Google

Ridgeway AG, Wilton S, Skerjanc IS. Myocyte enhancer factor 2C and myogenin up-regulate each other's expression and induce the development of skeletal muscle in P19 cells. 2000 J. Biol. Chem. 275:41-46 Cerca con Google

Rochard P, Rodier A, Casas F, Cassar-Malek I, Marchal-Victorion S, Daury L, Wrutniak C and Cabello G. Mitochondrial activity is involved in the regulation of myoblast differentiation through myogenin expression and activity of myogenic factors. 2000 J. Biol. Chem. 275:2733–2744. Cerca con Google

Rofougaran R, Vodnala M and Hofer A. Enzymatically active mammalian ribonucleotide reductase exists primarily as an alpha6beta2 octamer. 2006 J. Biol. Chem. 281:27705-27711. Cerca con Google

Rossignol R, Faustin B, Rocher C, Malgat M, Mazat JP and Letellier T. Mitochondrial threshold effects. 2003 Biochem. J. 370:751-762. Cerca con Google

Rudnicki MA, Braun T, Hinuma S and Jaenisch R. Inactivation of MyoD in mice leads to up-regulation of the myogenic HLH gene Myf-5 and results in apparently normal muscle development. 1992 Cell 71:383-390. Cerca con Google

Rudnicki MA, Schnegelsberg PN, Stead RH, Braun T, Arnold HH and Jaenisch R. MyoD or Myf-5 is required for the formation of skeletal muscle. 1993 Cell 75:1351-1359. Cerca con Google

Rylova S, Mirzaee S, Albertioni F and Eriksson S. Expression of deoxynucleoside kinases and 5’-nucleotidases in mouse tissues: implications for mitochondrial toxicity. 2007 Biochem Pharmacol 74:169-175. Cerca con Google

Saada A, Shaag H, Nevo Y, Eriksson S and Elpeleg O. Mutant mitochondrial thymidine kinase in mitochondrial DNA depletion myopathy. 2001 Nat. Gen. 29:342-344. Cerca con Google

Saada A, Ben-Shalom E, Zyslin R, Miller C, Mandel H end Elpeleg O. Mitochondrial deoxyribonucleoside triphosphate pools in thymidine kinase 2 deficiency. 2003 Biochem. Biophys. Res. Commun. 310:963–966. Cerca con Google

Saada A, Shaag A and Elpeleg O. mtDNA depletion myopathy: elucidation of the tissue specificity in the mitochondrial thymidine kinase (TK2) deficiency. 2003 Mol. Genet. Metab. 79:1-5. Cerca con Google

Sandri M and Carraro U. Apoptosis of skeletal muscles during development and disease. 1999 Int. J. Biochem. Cell Biol. 31:1373-1390. Cerca con Google

Sandrini MP and Piškur J. Deoxyribonucleoside kinases: two enzyme families catalyze the same reaction. 2005 Trends Biochem. Sci. 30:225-228. Cerca con Google

Sarzi E, Bourdon A, Chrétien D, Zarhrate M, Corcos J, Slama A, Cormier-Daire V, de Lonlay P, Munnich A and Rötig A. Mitochondrial DNA depletion is a prevalent cause of multiple respiratory chain deficiency in childhood. 2007 J. Pediatr. 150:531-534. Cerca con Google

Shamir R, Maron-Katz A, Tanay A, Linhart C, Steinfeld I, Sharan R, Shiloh Y and Elkon R. EXPANDER—an integrative program suite for microarray data analysis. 2005 BMC Bioinformatics 6:232. Cerca con Google

Sherman PA and Fyfe JA. Enzymatic assay for deoxyribonucleoside triphosphates using synthetic oligonucleotides as template primers. 1989 Anal. Biochem. 180:222-226. Cerca con Google

Spinazzola A, Invernizzi F, Carrara F, Lamantea E, Donati A, DiRocco M, Giordano I, Meznaric-Petrusa M, Baruffini E, Ferrero I and Zeviani M. Clinical and molecular features of mitochondrial DNA depletion sindrome. 2009 J. Inherit. Metab. Dis. 32:143–158. Cerca con Google

Spyrou G and Reichard P. Dynamics of the thymidine triphosphate pool during the cell cycle of synchronized 3T3 mouse fibroblasts. 1988 Mutat. Res. 200 (1-2): 37-43. Cerca con Google

Stern-Straeter J, Bonaterra GA, Hörmann K, Kinscherf R and Goessler UR. Identification of valid reference genes during the differentiation of human myoblasts. 2009 BMC Molec. Biol. 10:66. Cerca con Google

Suomalainen A and Isohanni P. Mitochondrial DNA depletion syndromes - many genes, common mechanisms. 2010 Neuromuscul. Disord. 20:429-437. Cerca con Google

Tanaka H, Arakawa H, Yamaguchi T, Shiraishi K, Fukuda S, Matsui K, Takei Y, Nakamura Y. A ribonucleotide reductase gene involved in a p53-dependent cell-cycle checkpoint for DNA damage.2000 Nature 404:42-49. Cerca con Google

Tapscott SJ, Davis RL, Thayer MJ, Cheng PF, Weintraub H and Lassar AB. MyoD1: a nuclear phosphoprotein requiring a Myc homology region to convert fibroblasts to myoblasts. 1988 Science 242:405-411. Cerca con Google

Taylor S, Zhang H, Eaton J, Rodeheffer M, Lebedeva M, O’rourke T, Siede W and Shadel G. The conserved Mec1/ Rad53 nuclear checkpoint pathway regulates mitochondrial DNA copy number in Saccaromyces cerevisiae. 2005 Mol. Biol. Cell. 16:3010-3018. Cerca con Google

Tyynismaa H, Sembongi H, Bokori-Brown M, Granycome C, Ashley N, Poulton J, Jalanko A, Spelbrink JN, Holt IJ and Suomalainen A. Twinkle helicase is essential for mtDNA maintenance and regulates mtDNA copy number. 2004 Hum Mol Genet 13:3219-3227. Cerca con Google

Tyynismaa H and Suomalainen A. Mouse models of mitochondrial DNA defects and their relevance for human disease. 2009 EMBO reports 10:137-143. Cerca con Google

Vilà MR, Segovia-Silvestre T, Gamez J, Marina A, Naini AB, Meseguer A, Lombés A, Bonilla E, Di Mauro S, Hirano M and Andreu AL. Reversion of mtDNA depletion in a patient with TK2 deficiency. 2003 Neurology 60:1203–1205. Cerca con Google

Vilà MR, Villaroya J, Garcia-Arumi E, Castellote A, Meseguer A, Hirano M and Roig M. Selective muscle fiber loss and molecular compensation in mitochondrial myopathy due to TK2 deficiency. 2008 J. Neurol. Sci. 267:137–141. Cerca con Google

Villaroya J, de Boloes C, Meseguer A, Hirano M and VilĂ  MR. Altered gene transcription profiles in fibroblasts harboring either TK2 or DGUOK mutations indicate compensatory mechanisms. 2009 Exp. Cell Res. 1429-1438. Cerca con Google

Wang H and Morais R. Up-regulation of nuclear genes in response to inhibition of mitochondrial DNA expression in chicken cells.1997 Biochim. Biophys. Acta 1352:325–334. Cerca con Google

Wang L and Eriksson S. Cloning and characterization of full length mouse thymidine kinase 2: the N-terminal sequence directs import of the precursor protein into mitochondria. 2000 J. Biochem. 351:469-476. Cerca con Google

Wang L, Saada A and Eriksson S. Kinetic properties of mutant human thymidine kinase 2 suggest a mechanism for DNA depletion myopathy. 2003 J. Biol. Chem. 278:6963-6968. Cerca con Google

Wang L, Limongelli A, Vila MR, Carrara F, Zeviani M and Eriksson S. Molecular insights into mitochondrial DNA depletion syndrome in two patients with novel mutations in the doexyguanosine kinase and thymidine kinase 2 genes. 2005 Mol. Genet. Metab. 84:75–82. Cerca con Google

Wang L. Deoxynucleoside salvage enzymes and tissue specific mitochondrial DNA depletion. 2010 Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 29:370-381. Cerca con Google

Wang L and Eriksson S. Tissue specific distribution of pyrimidine deoxynucleoside salvage enzymes shed light on the mechanism of mitochondrial DNA depletion. 2010 Nucleosides Nucleotides Nucleic Acids. 29:400-403. Cerca con Google

Wanrooij S, Fusté JM, Farge G, Shi Y, Gustavsson CM and Falkenberg M. Human mitochondrial RNA polymerase primes lagging-strand DNA synthesis in vitro. 2008 Procl. Nat. Acad. Sci. USA 105:11122-11127. Cerca con Google

Watkins L and Lewis R. The metabolism of deoxyguanosine in mitochondria: relationship of the uptake of deoxyguanosine to the electron transport chain and adenosine triphosphate. 1987 Arch. Biochem. Biophys. 253:315-321. Cerca con Google

Weintraub H, Tapscott SJ, Davis RL, Thayer MJ, Adam MA, Lassar AB and Miller AD. Activation of muscle-specific genes in pigment, nerve, fat, liver, and fibroblast cell lines by forced expression of MyoD. 1989 Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86:5434-5438 Cerca con Google

Welin M, Kosinska U, Mikkelsen NE, Carnrot C, Zhu C, Wang L, Eriksson S, Munch-Petersen B and Eklund H. Structures of thymidine kinase 1 of human and mycoplasmic origin. 2004 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 101:17970-17975. Cerca con Google

Wintersberger E, Rotheneder H, Grabner M, Beck G and Seiser C. Regulation of thymidine kinase during growth, cell cycle and differentiation. 1992 Adv. Enzyme Regul. 32:241-254. Cerca con Google

Wong TW and Clayton DA. In vitro replication of human mitochondrial DNA: accurate initiation at the origin of light-strand synthesis. 1985. Cell 42:951–958. Cerca con Google

Wong TW and Clayton DA. DNA primase of human mitochondria is associated with structural RNA that is essential for enzymatic activity.1986. Cell 45:817–825. Cerca con Google

Xu Y, Johansson M and Karlsson A. Human UMP-CMP kinase 2, a novel nucleoside monophosphate kinase localized in mitochondria. 2008 J. Biol. Chem. 283: 1563-1571. Cerca con Google

Xue L, Zhou B, Liu X, Qiu W, Jin Z, Yen Y. Wild-type p53 regulates human ribonucleotide reductase by protein-protein interaction with p53R2 as well as hRRM2 subunits. 2003 Cancer Res 63:980–986. Cerca con Google

Yamaguchi T, Matsuda K, Sagiya Y, Iwadate M, Fujino MA, Nakamura Y, Arakawa H. p53R2-dependent pathway for DNA synthesis in a p53-regulated cell cycle checkpoint. 2001 Cancer Res. 61:8256-8262. Cerca con Google

Yao R, Zhang Z, An X, Bucci B, Perlstein DL, Stubbe J, Huang M. Subcellular localization of yeast ribonucleotide reductase regulated by the DNA replication and damage checkpoint pathways. 2003 Proc Natl Acad Sci USA 100:6628–6633. Cerca con Google

Yasukawa T, Reyes A, Cluett TJ, Yang MY, Bowmaker M, Jakobs HT and Holt IJ. Replication of vertebrate mitochondrial DNA entails transient ribonucleotide incorporation throughout the lagging strand. 2006 EMBO J. 25:5358-5371. Cerca con Google

Zhou B, Liu X, Mo X, Xue L, Darwish D, Qiu W, Shih J, Hwu EB, Luh F and Yen Y. The human ribonucleotide reductase subunit hRRM2 complements p53R2 in response to UV-induced DNA repair in cells with mutant p53. 2003 Cancer Res. 63:6583-6594. Cerca con Google

Zhou X, Solaroli N, Bjerke M, Stewart JB, Rozell B, Johansson M and Karlsson A. Progressive loss of mitochondrial DNA in thymidine kinase 2-deficient mice 1. 2008 Hum. Mol. Genet. Cerca con Google

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